BIOLTROP

Niveau de mise à jour : 5

Nous poser une question

Analyses à réaliser (par ordre de priorité) :

– dosage de l’hémoglobine (Hb),
– recherche de paludisme dans le sang,
–  numération + formule des leucocytes après coloration par le May-Grünwald Giemsa,
– numération des hématies dans le sang,
– bactériologie (et mycologie) microscopique :

• entre lame et lamelle mais surtout :
• après coloration de Gram pour germes banals,
• après coloration de Ziehl pour mycobactéries (tuberculose, lèpre, ulcère de Buruli, etc.).
  Elle est applicable et utile pour presque tous les prélèvements bactériologiques. Avec connaissances et entrainement elle oriente très efficacement le diagnostic bactérien dans au moins 60% des cas le nécessitant.

– parasitologie des selles (incluant éventuellement la concentration par méthode formol-éther),
– parasitologie des urines (si zone de bilharziose),
– test d’Emmel (drépanocytose)
– sérologie syphilitique de base : VDRL,
– vitesse de sédimentation (VS),
– cytologie de LCR et urines (de préférence colorées au MGG. Éventuellement au seul bleu de méthylène)
– dosage des protéines dans LCR et urine,
– dosage de la glycémie,
– éventuellement groupages sanguins,
– éventuelles autres sérologies selon les besoins locaux [1].

Matériel nécessaire pour réaliser ces analyses :
Nous n’envisageons pas le matériel facile à trouver sur place comme bassines, seaux, planchette et clous pour réaliser égouttoir et porte lames [2]...
 
Appareillages :

– pour doser l’hémoglobine, par ordre de préférence décroissant :

• hémoglobinomètre électrique (par exemple « Hémocue » ®),
• centrifugeuse à micro-hématocrite (voire centrifugeuse de paillasse banale mais ceci avec beaucoup de réserve),
• dosage au spectrophotomètre [3],
• hémoglobinomètre de Sahli [4].
• papier buvard [5],

– microscope avec objectifs de x 10, x 40 et x 100, de préférence binoculaire [6],
– centrifugeuse de paillasse (ou centrifugeuse à main en l’absence d’électricité),
– glucomètre (pour glycémies),
– bec à gaz (type bec Bunsen) (voir aussi Utilisation du bec Bunsen avec bonbonne de gaz butane, tuyau et détendeur. A défaut lampe à alcool avec alcool à bruler ;
– agitateur type vortex,
– agitateur orbital type Kline,
– balance de précision : elle peut être utile pour diverses préparations. En général une balance de bijoutier (portée de l’ordre de 100 g, précision au centigramme) suffit pour de nombreuses utilisations tout en étant de faible coût (30 à 50 € en 2016) ;
– bain Marie réglable à 37° C avec son thermomètre,
– support pour colorations de lames [7] et bassine plastique pour le poser dessus,
– minuteur, de préférence électronique,
– réfrigérateur (ou zone de froid négocié avec l’équipe vaccination) pour conserver les réactifs,
– thermomètre électronique avec sonde déportée pour contrôle du réfrigérateur,
– platine chauffante si possible pour sécher et fixer les lames [8]. Ce séchage-fixation peut aussi se faire, prudemment, dans la flamme du bec ;
– spectrophotomètre éventuellement dans un second temps, selon analyses envisagées et moyens financiers.

Petit matériel :

Lorsqu’il n’est pas indiqué de quantité il faut comprendre "1".
Les quantités pour tout ce qui est consommable sont des minima permettant le démarrage du laboratoire. A lui, ensuite, de gérer ses besoins et d’effectuer les commandes au moment adéquat !

– Pipettes :

• pipettes automatiques :
  • 20 microlitres à volume fixe (à défaut pipette(s) en verre à écoulement total),
  • 100 microlitres à volume fixe (à défaut pipette(s) en verre à écoulement total),
  • 200 µl à volume fixe,
  • 1 000 ml à volume réglable,
  • embouts (jaune et bleu) pour pipettes automatiques (2 sachets de chaque).

• pipettes en verre :
  • 1 ml à écoulement total, graduée(s) au 1/10 ml (au moins 1, si possible 5),
  • 2 ml à écoulement total, graduée(s) au 1/10 ml (au moins 1, si possible 5),
  • 5 ml à écoulement total, graduée(s) au ml (au moins 1, si possible 5),
  • 1 ml à double trait,
  • 2 ml à double trait,
  • 5 ml à double trait,
  • propipette(s) ou poire(s) d’aspiration (2 à 3).

•  pipettes Pasteur en verre, de préférence cotonnées [9] (ou psipettes plastique à usage unique) (500),

– Verrerie autre

• lames en verre pour microscope (100 à 500),
• lamelles pour microscope (20 x 20 mm environ) (100 à 200),
• tubes capillaires pour hématocrite (100) (si possible héparinés) (si emploi de centrifugeuse à micro-hématocrite),
• pâte à modeler (ou savon) pour boucher les tubes à micro-hématocrites,
• hématimètres (cellules) de comptage (voir Cellule de Nageotte, Cellule de Malassez, Cellule de Thoma) (2 ou 3),
• lamelles planes pour cellules de comptage (5 à 10),
• cuve à coloration pour 1 à 15 lames (2),
• tubes à centrifuger de 10 ml en plastique (voire en verre) si possible avec bouchon, de préférence à fonds coniques (100),
• tubes à hémolyse de 5 ml (dont certains avec bouchon) (100),
• tubes d’environ 20 ml à bouchon vissé (20 à 30),
• ballon jaugé de chacun des volumes suivants : 100 ml, 200 ou 250 ml, 500 ml (1 pour chacun de ces volumes),
• éprouvette(s) de 200 (ou 250) ml et, si possible, de 500 ou 1.000 ml (2 à 4),
• entonnoirs diamètre 7 à 10 cm (2), pas nécessairement en verre,
• plaque verre pour groupage sanguin (2 à 3),
• tubes pour vitesse de sédimentation adaptés au portoir (100).

Autre petit matériel :

Nous n’envisageons pas ici le matériel de prélèvement (seringues, aiguilles, lancettes, tubes avec anticoagulant, aiguilles à ponction lombaire, écouvillons, etc.) le centre de santé devant normalement être équipé avec ce matériel, ne serait-ce que pour envoyer des prélèvements dans un centre avec laboratoire.

Laboratoire :
– seringues de 20 ml en plastique graduée(s) au ml + quelques aiguilles (pour diluer le Giemsa),
– portoir(s) pour tubes à hémolyse de 5 ml (2 à 5),
– portoir(s) pour tubes 10-20 ml (2),
– portoir pour tubes à vitesse de sédimentation (1),
– pinces à linge en bois,
– petite boite étanche pour chambre humide du test d’Emmel,
– marqueurs indélébiles (ou crayon gras de verrier),
– diamant pour graver le verre (éventuellement),
– écouvillon pour nettoyer les tubes,
– brosse de photographe ou pinceau doux pour dépoussiérer,
– quelques lames colorées pour vérifier le microscope,
– accessoires pour entretien de pipettes automatiques (démontages, nettoyage, étanchéité).

Bureau et autre :
– crayons papier,
– cahiers 21 x 29,7 (2),
– classeurs (2),
– perforateur de feuilles,
– double décimètre,
– paire de ciseaux,
– agrafeuse + agrafes,
– stylo à bille,
– calculette (si possible avec batterie solaire),
– clé USB contenant les techniques et procédures écrites,
– fiches imprimées (à afficher au laboratoire) concernant les règles d’hygiène, la sécurité au laboratoire, l’utilisation des gants (avec photos de ce qu’il faut faire et ne pas faire,...), entretien du microscope,
– Powers points de formation,
– fiches avec images d’observations microscopiques, si possible à un format affichable (reconnaissance des parasites, formule leucocytaire, reconnaissance des différents éléments, etc.),
– prises électriques mâle-femelle pour adaptation aux standard de certains pays,
– petit ensemble d’outils (tourne vis à lames multiples, pince multiprise, clef à molette). NB : le garagiste de l’endroit est généralement serviable et parfois d’un grand secours !

Matériel d’hygiène et sécurité :

– blouses de laboratoire (2 par technicien),
– lunettes de protection (2 paire par technicien),
– masques de protection (2 ou 3 par technicien),
– écran de protection,
– gants latex si possible (éviter de les porter pour travail au bec : inflammables) (100),

Réactifs et consommables :

– eau distillée (ou permutée) : celle vendue en bouteille par des fournisseurs incertains est généralement de qualité déplorable : nous y avons vu des algues ! Il faut donc trouver un bon fournisseur pour, en moyenne, au plus 1 l par jour.
– eau sanitaire pour le rinçage de lames colorées, de matériel et le lavage des mains : il n’y a pas toujours d’eau courante [10]. On utilisera de l’eau filtrée (voir "évier" dans Laboratoire de 1° niveau : plan et organisation).
– bandelettes de multi-tests urinaires compatibles avec le glucomètre du laboratoire (200),
– colorants de Gram [11] [12] :

• violet de gentiane (1 flacon de 150 ml + 1 bidon de 1 l),
• lugol (1 flacon de 150 ml + 1 bidon de 1 l) (la Bétadine® jaune convient également),
• alcool-acétone (1 flacon de 150 ml + 2 bidon de 1 l) ou alcool à 95°,
• safranine (1 flacon de 150 ml + 1 bidon de 1 l),

– bleu de méthylène phéniqué (1 flacon de 150 ml + 1 bidon de 1 l),
– fuchsine phéniquée de Ziehl (1 flacon de 150 ml + 1 bidon de 1 l) ou coloration de Ziehl-Armand à froid (1 kit),
– acide-alcool pour Ziehl (1 flacon de 150 ml + 1 bidon de 1 l) ou coloration de Ziehl-Armand à froid (1 kit),
– Colorant de May-Grünwald (1 flacon de 150 ml + 1 bidon de 2,5 l),
– Colorant de Giemsa (1 flacon de 150 ml + 1 bidon de 1 l),
– tampon pH 7,0 pour MGG (kit de 6 doses),
– acide acétique (lyse des hématies pour numération des leucocytes) (1 l) (éventuellement vinaigre d’alcool dilué pour obtenir 0,5%),
– huile à immersion,
– diluant pour numération formule = sérum physiologique (1 l),
– métabisulfite de sodium (200 g),
– Encre de chine (1 petit flacon),
– glucose (50 g),
– formol (éventuellement : pour fixation/stérilisation dans les vapeurs, des lames pour BK) (1 l),
– eau distillée ou déminéralisée (3 flacons d’un litre). L’eau « distillée » d’un commerce local (vendue pour batteries) peut être de piètre qualité. En ce cas utiliser de l’eau de source vendue en bouteille scellée ;
– vernis à ongle,
– potasse à 30 g/100 ml (mycologie) (50 ml),
– kit de dosage eau de Javel (réactif Wata d’Antenna, kit de dosage pour piscine, voir aussi Eau de Javel : titrage.